Dendritik Hücre Bazlı Aşıların Tip 3 Doğuştan Lenfoid Hücre Popülasyonunu Modüle Etme Potansiyeli

Soyut:

Dendritik hücre (DC) aşıları, DC'lerin bağışıklık sisteminin diğer yönleriyle iletişimine dayanan bir tür immünoterapidir. DC'ler, doğuştan gelen bağışıklık tepkilerinin aktivasyonuna ve adaptif bağışıklığın eğitimine katılan güçlü antijen sunan hücrelerdir ve bu da onları immünoterapiler için ideal hedefler haline getirir. Doğuştan lenfoid hücreler (ILC'ler) immünoloji alanında nispeten yeni tanımlanmıştır ve sağlık ve hastalıkta önemli rollere sahiptir. Burada açıklanan çalışmalar, DC bazlı aşılamanın bir fare modelini kullanarak tip 3 ILC'ler (ILC3'ler) ve DC'ler arasındaki iletişimi araştırdı. Bir DC aşısının uygulanmasının ardından ILC3 popülasyonlarında lokal ve sistemik değişiklikler gözlemlendi ve B16F10 melanom hücreleriyle mücadele üzerine akciğerlerdeki ILC3 popülasyonlarında değişiklikler gözlemlendi. DC'ler ve ILC3'ler arasındaki etkileşimler, iletişimlerinin sağlık, hastalık ve immünoterapilerin geliştirilmesinde sahip olabileceği potansiyeli belirlemek için daha fazla araştırılmalıdır.

cistanche tubulosa-bağışıklık sistemini iyileştirir

Anahtar Kelimeler:

dendritik hücre (DC); tip 3 doğuştan lenfoid hücre (ILC3); doğuştan; iletişim

1. Giriş

Doğuştan lenfoid hücreler (ILC'ler), doku gelişimi, onarımı ve homeostazisinde önemli işlevlere sahip olan ortak lenfoid progenitör hücrelerden türetilen heterojen bir lökosit grubudur. ILC'ler, inflamatuar bağırsak hastalığı, sedef hastalığı, astım ve çeşitli otoimmün hastalıklar dahil olmak üzere farklı inflamatuar hastalıklarla ilişkilendirilmiştir [1]. Tipik olarak transkripsiyon faktörlerinin ekspresyonuna, sitokin profillerine ve spesifik fenotipik belirteçlere bağlı olarak tip 1 (ILC1), tip 2 (ILC2) ve tip 3 (ILC3) olmak üzere üç ana gruba ayrılırlar [2]. Doğal öldürücü (NK) hücreler bazen benzerliklerinden dolayı ILC1'lerin bir alt kümesi olarak gruplandırılır; bununla birlikte NK hücrelerinin, transkripsiyon faktörü ekspresyonları ve sitolitik aktivite gibi ILC1'lerden farklı özelliklere sahip olduğu ve onları kendi ILC alt tipleri olarak ayırt ettiği gösterilmiştir [3]. Ancak çoğu kişi hala NK hücrelerini ILC1'lerin bir alt kümesi olarak görmektedir [4]. Benzer sitokin profilleri, transkripsiyon faktörleri ve immünolojik fonksiyonları nedeniyle, ILC'lerin (NK hücreleri, ILC1'ler, ILC2'ler ve ILC3'ler), sitotoksik T lenfositleri, Th1, Th2 ve Th17'yi yansıtan adaptif bağışıklık sisteminin bileşenlerinin doğuştan gelen muadilleri olduğu kabul edilir. sırasıyla yanıtlar [4]. Ancak T hücrelerinin aksine antijene özgü reseptörlerden yoksundurlar [5].

DC'ler, bağışıklık tepkilerinin ve toleransın uyarılmasında kritik öneme sahip doğuştan gelen lökositlerdir. Patojen ve/veya hasarla ilişkili moleküler modelleri tanıyan model tanıma reseptörlerine sahiptirler ve en etkili antijen sunan hücrelerdir [6]. Antijen sunumu ve sitokin salgılanması yoluyla DC'ler, saf T hücrelerinin kaderini belirleyebilir ve proinflamatuar yanıtları veya immünosupresyonu tetikleyebilir. T hücreleri, bir antijeni tehlikeli olarak tanıyacak ve ona saldıracak ya da tehlikeli olmayan olarak tolerojenik bir fenotip alacak şekilde eğitilebilir [6]. DC'ler ayrıca doğuştan gelen bağışıklığın aktivasyonunun yanı sıra uyarlanabilir bağışıklığın eğitiminde de rol oynar. Doğrudan temas veya farklı sitokinlerin ve çözünebilir faktörlerin üretimi yoluyla, DC'ler diğer doğal lökositleri aktive edebilir ve doğal bağışıklık tepkilerini teşvik edebilir [7].

DC'lerin gücü, DC aşıları gibi immünoterapilerde kullanılmıştır. DC aşıları, bir hastadan DC'lerin izole edilmesi veya DC öncüllerinin izole edilmesi ve DC'lerin türetilmesi yoluyla hazırlanır. Bu DC'ler, DC'lerin immünojenik bir şekilde olgunlaşmasını içeren ex vivo olarak manipüle edilir. DC'ler aynı zamanda spesifik antijenlerle de yüklüdür ve bu, aşının hedeflediği immünojenik tepkileri geliştirmeyi hedefleyecektir [8]. DC aşıları, DC'lerin, özellikle antijene spesifik sitotoksik T hücreleri olmak üzere antijene spesifik tepkileri indüklemek için adaptif bağışıklık sistemini eğitme yeteneğinden yararlanan immünoterapötik bir platformdur. Bu nedenle DC aşı araştırmalarının çoğunluğu DC'lerin adaptif bağışıklık sistemini eğitme kapasitesine odaklanmıştır. Bununla birlikte, son yıllarda DC'ler ve NK hücreleri arasındaki ilişkinin, DC aşılamasının etkinliği için çok önemli olan anti-tümör bağışıklığı üzerinde güçlü bir etkiye sahip olduğu gösterilmiştir [9-11]. Bu, DC'ler ile farklı doğuştan lökositler arasındaki diğer ilişkileri ve bu iletişimlerin DC aşılarının etkinliği üzerinde sahip olabileceği etkiyi keşfetmenin önemli olduğunu göstermektedir. NK hücreleri ILC ailesinin bir parçası olduğundan ve ILC'lerin T hücrelerine yakın benzerliğinden dolayı [5], burada sunulan çalışmaların amacı DC'ler ile ILC ailesinin başka bir üyesi olan ILC3'ler arasındaki potansiyel ilişkiyi araştırmaktı. DC'lerin fare kemik iliği öncü hücrelerinden ex vivo olarak üretildiği monosit türevli bir DC (moDC) aşı platformu kullandık. MoDC aşıları, tarihsel olarak üretilmesi en kolay aşılar olduğundan, DC aşılarının en yaygın şeklidir [12].

erkekler için cistanche faydaları-bağışıklık sistemini güçlendirir

Cistanche Enhance Immunity ürünlerini görüntülemek için buraya tıklayın

【Daha fazlasını isteyin】 E-posta:cindy.xue@wecistanche.com / Whats App: 0086 18599088692 / Wechat: 18599088692

ILC3'lerin bağırsak homeostazisinde, hücre dışı bakterilere karşı bağışıklıkta ve lenfoid dokuların gelişiminde önemli işlevleri vardır [5]. ILC3'ler, yüzey belirteçlerinin ekspresyonu ve sitokin üretimi açısından farklılık gösteren gruplara bölünebilir. Ancak tüm ILC3'ler ROR t'yi ifade eder [13]. ILC3'lerin bir alt grubu, organogenezde önemli olan ILC3-lenfoid doku indükleyici hücrelerdir [14]. ILC3'ler ayrıca farelerde NKp46 ekspresyonu [15,16] ve insanlarda NKp44 [17,18] olan doğal sitotoksisite reseptörü (NCR) ekspresyonuna dayalı olarak alt bölümlere ayrılabilir. Bu nedenle fonksiyonel kapasiteleri ve fenotipik özellikleri bakımından farklılıklara sahip NCR+ ve NCR-ILC3'ler vardır. Örneğin, NCR+ ILC3'lerin IL-22 ürettiği ancak IL-17 üretmediği, oysa NCR− ILC3'lerin her iki sitokini de üretebildiği öne sürülmüştür [19]. Bununla birlikte, Fiancette ve arkadaşları tarafından yakın zamanda yapılan bir çalışmada, NCR+ ILC3'lerin düşük miktarda IL-17 üretebildiği gösterilmiştir [20]. Rankin ve ark. farelerde NCR+ ILC3'lerin transkripsiyon faktörü T-bet'i gerektirdiğini gösterdi. Bu nedenle NCR+/− ILC3'ler, NKp46 ve T-bet ifadesine göre ayırt edilebilir. Burada açıklanan çalışmalarda, fare ILC3'leri soy−CD45+DX5−ROR t + ile tanımlanmış olup, NCR+ ILC3'ler ayrıca T-bet+NKp46+ ve NCR−ILC3'ler T-bet−NKp46'dır. − (Tablo 1 ve Ek A Şekil A1–A3).

Tablo 1. Akış sitometri analiziyle tanımlanan ILC3 alt kümeleri.

Bu araştırmanın amacı, DC aşıları ile ILC3'ler arasında iletişim olup olmadığını ve etkileşimlerinin DC immünoterapilerinde sahip olabileceği potansiyeli açıklamaya yardımcı olmaktı. ILC3'lerin çeşitli hastalıklarda ve kanserlerde rol oynadığı ve dolayısıyla farklı immünoterapi bağlamlarında potansiyele sahip olduğu gösterilmiştir. ILC3'ler immünoloji alanında nispeten yenidir ve sonuç olarak hastalık ve tedaviler üzerindeki etkileri sınırlı olarak araştırılmıştır. ILC3'ler, aktivitelerini ve tümörlerin ilerlemesini veya baskılanmasını teşvik edip etmediklerini belirleyecek dış uyaranlara yanıt verir [21,22]. Th17 hücrelerine benzer şekilde, ILC3'ler de ROR t transkripsiyon faktörüne sahiptir ve IL-17 ve IL-22 gibi Th17 yanıt sitokinlerini üretir. IL-22 bağırsaktaki bakteriyel enfeksiyonları kontrol etmek için önemlidir [16]. Bununla birlikte, bakteri kaynaklı kolon kanseri modelinde, kolondaki ILC'lerden gelen IL-17 ve IL-22'nin kolon kanserinin gelişimine katkıda bulunduğu gösterilmiştir [23]. Ayrıca ILC3'ler meme kanserlerindeki olumsuz sonuçlarla ilişkilendirilmiştir [24]. Bunun tersine, NCR+ ILC3'ler ile tersiyer lenfoid yapılar (TLS) arasında bir ilişki ve küçük hücreli dışı akciğer kanserlerinde daha iyi klinik sonuçlar gözlemlenmiştir [18]. Ek olarak yakın zamanda yapılan bir çalışmada kolorektal kanserde ILC3'ler araştırıldı. Çalışmada, rezeke edilen kolorektal tümörlerin hasta numunelerinde, kötü huylu olmayan komşu dokularla karşılaştırıldığında ILC1'lerde bir artış ve ILC3'lerde bir azalma gözlemlendi. RNA dizilimi ve transkripsiyonel profilleme, ILC3'lerin, kötü huylu olmayan dokulara kıyasla kolorektal tümörlerde artan plastisiteye ve farklı fonksiyonel kapasitelere sahip olduğunu ortaya çıkardı. İlginç bir şekilde, RNA dizilimi ayrıca tümöre sızan ILC3'lerin, bir ILC1 fenotipine geçmek için plastisiteyi yukarı doğru düzenlediğini de ileri sürdü. Çalışma, ILC3'ün T hücreleriyle etkileşimlerinin tip I bağışıklığı desteklediğini ve kolorektal kanserlerde bu etkileşimlerin sınırlı olduğunu, bunun da anti-tümör tepkilerini engellediğini gözlemledi. Bu, anti-tümör bağışıklığında ILC3'lerin önemli bir fonksiyonunu destekler. Genel olarak makale, ILC3'lerin immünolojik homeostazis ve kolorektal kanserin düzenlenmesinde sahip olduğu önemli rolleri ortaya koydu [25]. Bu nedenle ILC3'lerin sağlık ve hastalıkta ikili rollere sahip olduğu düşünülmektedir. Kanserin ilerlemesini teşvik edebilirler [23,24,26] ama aynı zamanda anti-tümör yanıtlarına da katkıda bulunabilirler [18,25,27,28]. Fenotipleri ve kansere katkıları bağlamsal görünmektedir; bu, tümörün ilerlemesini desteklemek yerine anti-kanser yanıtlarına yardımcı olan bir fenotip elde etmek için ILC3'leri immünoterapi yoluyla manipüle etme potansiyelini gösterir. Dolayısıyla DC bazlı aşılar, ILC fenotiplerinin ve bunların sitokin üretiminin manipülasyonu yoluyla tümör mikro ortamını etkilemek için olası bir yöntemi temsil eder; bu, bağışıklık tepkisinin koşullara bağlı olarak uyarlanmasına olanak tanır ve kanser araştırmalarında faydalı olabilir.

Özellikle DC aşılaması bağlamında DC'ler ve ILC3'ler arasındaki iletişim konusunda sınırlı araştırma olduğundan, burada açıklanan çalışmalar farelere DC bazlı bir aşının uygulanmasının ardından ILC3 popülasyonlarındaki değişiklikleri araştırdı. Bu yazıda, DC bazlı bir aşı ile ILC3'ler arasındaki iletişim gözlemlendi; bu, aşının aşılamadan en az 10 gün sonra ILC3 yanıtları üzerindeki sürekli etkisi aracılığıyla gösterildi.

cistanche tubulosa-bağışıklık sistemini iyileştirir

2. Sonuçlar

2.1. DC Aşılarının Uygulanmasından Sonra Yerel Drenaj Lenf Düğümünde Hem NCR+ hem de NCR− ILC3 Sayıları Arttı 

DC'lerin fare-kemik iliğinden türetilen hücrelerden ex vivo olarak ayrıştırılmasıyla bir DC aşısı hazırlandı. Bu DC'ler, immünojenik bir fenotip elde edebilmeleri için olgunlaşmalarını teşvik etmek üzere uyarıldı. DC'ler daha sonra bir peptid ile yüklendi. Bu çalışma, iki doğuştan lökosit, DC ve ILC3 arasındaki iletişimin doğasına odaklandığından, aşının üretimi için seçilen peptid, antijene özgü T hücrelerinin kafa karıştırıcı bir değişken haline gelmesini önlemek için biyolojik modelimiz ile kasıtlı olarak ilgisizdi. Bu nedenle DC aşısı, tavuk-ovalbumin türevi bir peptid ile yüklendi.

DC aşılamasının ILC3 popülasyonlarını etkileyip etkilemediğini araştırmaya başlamak için ilk olarak aşılama bölgesine yakın hücresellikte farklılıklar olup olmadığını değerlendirdik. DC aşılamasının ardından lokal drenajlı lenf düğümünde, ILC3 sayısındaki artışı içeren değişiklikler vardı (Şekil 1). ILC3'lerdeki artışın kinetiği, ILC3'lerin DC aşılamasının ardından kademeli olarak arttığını gösterdi (Şekil 1b,c). Lokal drenaj lenf düğümündeki NCR+ ve NCR− ILC3'lerin sayısı değerlendirildi ve DC aşısının uygulanmasının ardından her iki alt popülasyon da arttı. Her ne kadar hem NCR+ hem de NCR− ILC3 popülasyonları DC aşılamasından üç gün sonra zirveye ulaşmış olsa da, NCR− ILC3'ler aşılamadan yedi gün sonra homeostatik sayılara geri dönerken, NCR+ ILC3'lerin sayısı sahte tedavi görmüş kontrol farelerine kıyasla önemli ölçüde daha yüksek kaldı.

Şekil 1. DC immünizasyonundan sonra lokal drenajlı lenf düğümünde doğal sitotoksisite reseptörleri (NCR)+ ve NCR− tip 3 doğuştan gelen lenfoid hücrelerin (ILC3'ler) sayısı arttı. Dişi C57BL/6 fareleri, arka ayak tabanı enjeksiyonları yoluyla DC aşılarıyla aşılandı. Popliteal lenf düğümleri ILC3 popülasyonları açısından incelendi. (a) Lenf düğümündeki toplam hücre sayısı belirlendi. (b) NCR− ILC3'lerin ve (c) NCR+ ILC3'lerin lenf düğümünde birikmesi ve lenf düğümünde (d) NCR− ILC3'ler ve (e) olan CD{{10}} hücrelerinin yüzdesi NCR+ ILC3'ler. Her çubuk, dört popliteal lenf düğümünden gelen verileri temsil eder. Fosfat tamponlu salin (PBS) ile aşılanan kontrol fareleri ile DC aşısı ile aşılanan fareler arasındaki önemli farklılıkları belirlemek için her zaman noktasında bir Öğrenci t testi kullanıldı (p değerleri * < 0.{{ 21}}5, ** < 0.005, *** < 0,0005 ve **** < 0,0001). Drenaj yapan popliteal lenf düğümündeki ortalama (f) NCR− ILC3 ve (g) NCR+ ILC3 sayısını gösteren temsili nokta grafikleri. Grafikler ortalamayı standart sapmayla birlikte gösterir.

2.2. DC Aşıları Dalaktaki ILC3 Sitokin Üretimini Toplam Dalak ILC3 Sayısını Değiştirmeden Arttırdı

Daha sonra, laboratuvarımızın lökositlerdeki değişiklikleri sistemik olarak değerlendirmek için standart zaman noktası olan DC aşılamasından bir hafta sonra, en büyük ikincil lenfoid organ olan dalak [29] değerlendirilerek ILC3 popülasyonlarındaki sistemik değişiklikler incelendi. Dalaktaki toplam NCR+ veya NCR− ILC3 sayısında anlamlı bir fark gözlenmedi (Şekil 2).

Şekil 2. DC aşılamasından sonra dalak ILC3'lerin sayısında herhangi bir değişiklik olmamıştır. Dişi C57BL/6 fareleri (n=8 [PBS] veya 10 [DC]), arka ayak tabanı enjeksiyonları yoluyla DC aşıları ile aşılandı. Dalaklar aşılamadan bir hafta sonra toplandı ve ILC3 popülasyonları açısından incelendi. (a) NCR− ILC3'lerin ve (b) NCR+ ILC3'lerin dalak toplam sayısı (ve NCR+ ILC3'ler için T-bet'in geometrik ortalama floresan yoğunluğu) ve (c) NCR− olan dalak CD45+ hücrelerinin yüzdesi ILC3'ler ve (d) NCR+ ILC3'ler akış sitometri analizi ile izlendi ve ölçüldü. Fosfat tamponlu salin (PBS) ile aşılanmış kontrol farelerindeki ve DC aşılanmış farelerdeki popülasyonlar arasındaki önemi belirlemek için bir Öğrenci t testi kullanıldı. Araçlar önemli ölçüde farklı değildi. Ortalama dalak (e) NCR− ILC3 ve NCR+ ILC3 sayısını gösteren temsili nokta grafikleri. Standart sapma ve ortalama, grafik çubukları ve hata çubukları ile temsil edilir.

ILC3 sitokin profilleri çevresel faktörlerden etkilenebildiğinden, dalaktaki ILC3 IL-22 ve IL-17 üretimi, DC aşılamasından bir hafta sonra ölçüldü. Kontrol farelerine kıyasla DC aşılarıyla tedavi edilen farelerde IL-17 veya IL-22 veya her iki sitokini üreten ILC3'lerde bir artış vardı (Şekil 3).

Şekil 3. DC aşılamasının ardından IL-17 ve IL-22 üreten dalak ILC3'lerinde bir artış vardı. Dişi C57BL/6 fareleri (n=12-18), arka ayak tabanı enjeksiyonu yoluyla DC aşılarıyla aşılandı. Kontrol fareleri fosfat tamponlu salin (PBS) ile tedavi edildi. Bağışıklamadan bir hafta sonra dalaklar toplandı ve ILC'leri üreten IL-17- ve IL{{10}} açısından incelendi. (a) IL-17, (b) IL-22 ve (c) hem IL-17 hem de IL{{'yi üreten soy−CD127+DX5− hücrelerinin sayısı 16}} ve bunlara karşılık gelen geometrik ortalama floresan yoğunlukları, hücre içi sitokin boyama ve akış sitometrisi kullanılarak belirlendi. Veriler, iki yönlü bir ANOVA testi kullanılarak analiz edildi (p değerleri * < 0.05, ** < 0.005). (d) Temsili nokta grafikleri, IL-17 ve/veya IL-22 üreten dalak CD45+ soy−CD127+DX5− hücrelerinin ortalama sayısını gösterir. Grafikler ortalamayı standart sapmayla birlikte gösterir.

2.3. DC Bağışıklama ve B16F10 Melanom Hücreleri ile Mücadelenin Ardından ILC3 Alt Popülasyonları

ILC3'ler hem pro hem de antitümorijenik yanıtlara katkıda bulunarak kanserin ilerlemesinde ikili rol oynayabilir [22]. Bu nedenle DC aşılamasının kanser bağlamında ILC3 yanıtları üzerindeki etkisi araştırıldı. Fareler DC aşılarıyla tedavi edildi ve bir hafta sonra onlara intravenöz olarak B16F10 melanom hücreleri uygulandı, bu da akciğerlerin tohumlanmasıyla sonuçlandı. Bahsedildiği gibi, yalnızca doğuştan gelen bağışıklığın bileşenleri değerlendirildiğinden, aşının antijene spesifik eğitimi deneylerimizde değerlendirilmeyecekti ve bu nedenle kullanılan melanom modeli ovalbümini eksprese etmedi, bu da peptidin DC'lere yüklendiğini ortaya çıkardı. alakasız. Kinetik deneyi (Şekil 1), ILC3'lerin yerel tepkilerinin üç gün içinde gözlemlenebileceğini gösterdi. Bu nedenle, enfeksiyondan üç gün sonra, ILC3 alt popülasyonlarının sayısı ve bunların sitokin üretme yetenekleri dalaklarda ve akciğerlerde incelenmiştir. Saf farelerin dalaklarında gözlemlenene benzer şekilde, kontrol grubu ile DC ile bağışıklanmış grup arasında toplam dalak NCR+ ve NCR− ILC3 sayısında anlamlı bir fark yoktu (Şekil 4). Ancak saf modelden farklı olarak dalakta IL-17 ve/veya IL-22 üretiminde artık değişiklik yoktu (Şekil 5).

Şekil 4. DC aşılaması ve B16F10 melanom hücreleriyle mücadeleden sonra toplam dalak ILC3 sayısında değişiklik olmamıştır. Dişi C57BL/6 fareleri (n=10), arka ayak tabanı enjeksiyonu yoluyla DC aşıları ile aşılandı ve bir hafta sonra farelere, kuyruk damarı enjeksiyonu yoluyla 3 x 105 B16F10 hücreleri uygulandı. Dalaklar toplandı ve B16F10 uygulamasından üç gün sonra ILC3 popülasyonlarının birikmesi açısından incelendi. Dalak (a) NCR− ILC3'lerin ve (b) NCR+ ILC3'lerin sayısı (ve NCR+ ILC3'ler için T-bet'in geometrik ortalama floresan yoğunluğu) ve (c) NCR− olan dalak CD45+ hücrelerinin yüzdesi ILC3'ler ve (d) NCR+ ILC3'ler akış sitometrisi ile izlendi ve ölçüldü. Fosfat tamponlu salin (PBS) ile tedavi edilen kontrol farelerindeki ve DC ile aşılanmış farelerdeki popülasyonlar arasındaki önemi belirlemek için bir Öğrenci t testi kullanıldı. Araçlar önemli ölçüde farklı değildi. Temsili nokta grafikleri, dalak (e) NCR− ILC3'lerin ve NCR+ ILC3'lerin ortalama sayısını gösterir. Ortalama ve standart sapma, çubuk grafikler ve hata çubuklarıyla temsil edilir.

Şekil 5. DC aşılaması ve B16F10 melanom hücreleriyle mücadeleden sonra dalak IL-17 ve/veya IL-22-üreten ILC'lerin sayısında herhangi bir değişiklik olmadı. Dişi C57BL/6 fareleri (n=10), arka ayak tabanı enjeksiyonu yoluyla DC aşılarıyla aşılandı ve bir hafta sonra 3 x 105 B16F10 hücresi intravenöz olarak uygulandı. Üç gün sonra dalaklar toplandı ve ILC3 sitokin üretimi açısından incelendi. (a) IL-17, (b) IL-22 ve (c) hem IL-17 hem de IL-17 üreten soy CD127+DX5- hücrelerinin sayısı IL-22 ve bunlara karşılık gelen geometrik ortalama floresan yoğunlukları, hücre içi sitokin boyama ve akış sitometrisi kullanılarak belirlendi. Veriler, iki yönlü bir ANOVA testi kullanılarak analiz edildi ve DC ile aşılanmış fareler ile fosfat tamponlu salin (PBS) ile tedavi edilen kontroller arasında anlamlı bir fark tespit edilmedi. (d) Temsili nokta grafikleri, IL-17 ve/veya IL-22 üreten dalak CD45+soy CD'si127+DX5- hücrelerinin ortalama sayısını gösterir.

B16F10 hücrelerinin kuyruk damarı yoluyla intravenöz enjeksiyonu, akciğerlere sentetik melanom metastazı yapan yaygın bir fare modelidir [30]. Bu nedenle, ILC3 alt popülasyonlarının sayısını belirlemek ve sitokin üretimini değerlendirmek için akciğerler de incelendi.

NCR+ ILC3'lerin sayısındaki artışla birlikte NCR− ILC3'lerin sayısında bir azalma oldu (Şekil 6). Ancak DC aşılamasının akciğerlerde ILC3-aracılı sitokin üretimi üzerinde gözlemlenen bir etkisi yoktu (Şekil 7).

Şekil 6. DC immünizasyonunu ve B16F10 hücreleriyle mücadeleyi takiben akciğerlerdeki ILC3 alt popülasyonlarında sayısal değişiklikler oldu. Dişi C57BL/6 fareleri (n=10), arka ayak tabanı enjeksiyonu yoluyla DC aşılarını aldı ve bir hafta sonra 3 x 105 B16F10 hücresi intravenöz olarak uygulandı. Tehditten üç gün sonra akciğerler, (a) NCR− ILC3'lerin ve (b) NCR+ ILC3'lerin sayısı (ve NCR+ ILC3'ler için T-bet'in geometrik ortalama floresan yoğunluğu) ve CD{ yüzdesi için akış sitometrisi kullanılarak incelendi. (c) NCR− ILC3'ler ve (d) NCR+ ILC3'ler olan {18}} hücre. Fosfat tamponlu salinle (PBS) tedavi edilen kontrol farelerindeki alt popülasyonlar ile DC aşılanmış farelerdeki alt popülasyonlar arasındaki anlamlılığı belirlemek için bir Öğrenci t testi kullanıldı (p-değerleri *<0.05, *** <0.0005, and **** < 0.0001). Representative dot plots showing the average number of pulmonary (e) NCR− ILC3s and NCR+ ILC3s. The graphs display the mean with the standard deviation.

Şekil 7.DC aşılaması ve B16F10 melanom hücreleriyle mücadele sonrasında akciğerlerde IL-17 ve/veya IL-22 üreten ILC3'lerin sayısında herhangi bir değişiklik olmadı. Dişi C57BL/6 fareleri (n=10), arka ayak tabanı enjeksiyonu yoluyla DC aşıları ile aşılandı ve bir hafta sonra, 3 x 105 B16F10 hücreleri intravenöz olarak uygulandı. Üç gün sonra akciğerler toplandı ve ILC{12}}aracılı sitokin üretimi açısından incelendi. () üreten soy−CD127+DX5− hücrelerinin sayısıa) IL-17, (b) IL-22 ve (c) hem IL{{0}} hem de IL-22 ve bunlara karşılık gelen geometrik ortalama floresan yoğunlukları, hücre içi sitokin boyama ve akış sitometrisi kullanılarak belirlendi. Veriler iki yönlü bir ANOVA testi kullanılarak analiz edildi (p değerleri *** < 0,0005). IL-22-üreten, IL-17-üreten ve IL-22 ile IL-17 multi-sitokin üreten soy-CD{{'nin toplam sayısında anlamlı bir fark yoktu 12}}DX5− hücreleri. (d) IL-17 ve/veya IL-22 üreten pulmoner CD45+ soy-CD127+DX5− hücrelerinin ortalama sayısını gösteren temsili nokta grafikleri. Standart sapma ve ortalama, grafik çubukları ve hata çubukları ile temsil edilir.

3. Tartışma

Burada açıklanan çalışmalar, bir DC aşısı bağlamında ILC3'ler ve DC'ler arasındaki potansiyel iletişimi araştırmayı amaçladı. DC aşılamasının ardından lenf düğümlerinin boşaltılmasında (Şekil 1) hem NCR+ hem de NCR− ILC3 alt popülasyonlarının sayısında artışlar vardı; bu, DC aşısı ile ILC3 alt popülasyonları arasında meydana gelen yerel iletişimin göstergesiydi. Bununla birlikte, DC'ler ve NCR+ ILC3 arasındaki iletişimin, toplam NCR+ ILC3 sayısı üzerinde, DC'ler ve NCR− ILC3'ler arasında gözlemlenenden daha uzun süreli bir etkisi vardı. Bu, DC'lerin, NCR ifadelerine bağlı olarak ILC3'lerle benzersiz etkileşimlere sahip olabileceğini gösterdi. DC aşılamasından yedi gün sonra (Şekil 2) veya DC aşılamasından on gün sonra ve B16F10 melanom hücre tehdidinden üç gün sonra (Şekil 4) dalaklardaki ILC3 alt popülasyonlarının sayısında herhangi bir değişiklik gözlemlenmedi. ILC3'leri IL-17 ve IL-22 üretimi açısından test etmeye yönelik yöntemlerimiz, hücrelerin in vitro yeniden uyarılmasına bağlı olarak hem translasyon hem de transkripsiyonel yanıtları gösterdikleri için bir sınırlamaya sahiptir. Bununla birlikte, tüm deneylere, in vivo olarak alınan sinyale yanıt olarak ILC3'lerin ne ürettiğini saptamak için in vitro stimülasyonsuz tedavi olacak deneysel bir kontrol ekledik. Şekil 3d, 5d ve 7d'de gösterildiği gibi, in vitro uyarı almayan hücreler IL-17 ve IL-22'yi üretti. Ek olarak, dalak ILC3 hücre sayıları değişmese de (Şekil 2), ILC3 alt popülasyonlarının sitokin üretimi, DC aşılamasından yedi gün sonra farklıydı (Şekil 3). Bu, DC aşılamasının, ILC3 yanıtlarını sayısal olarak etkilemeden işlevselliğini etkileyebileceğini öne sürdü. Doğuştan gelen bağışıklık sisteminin bileşenleri olan ILC3'lerin dokuların içine ve dışına ticareti birkaç gün içinde gerçekleşmiş olabilir, bu nedenle DC aşılamasından yedi ila on gün sonra tedaviyle modüle edilen sayısal farklılıkların saptanması önlenebilir. Bunun kanıtı, ILC3 sayısının üç gün boyunca arttığı ve daha sonra azalmaya başladığı DC aşısını boşaltan lenf düğümünde gözlendi (Şekil 1). Bu nedenle, dalaktaki ILC3 alt popülasyonlarında, DC aşılamasından sonraki yedinci günde homeostatik sayılara döndükleri için gözden kaçan sayısal değişiklikler olmuş olabilir. Bununla birlikte, çalışmalar kısa vadeli geçici yanıtların aksine daha uzun süreli yanıtlara odaklandı ve bu nedenle bu yolu daha fazla araştırmadı. İlginç bir şekilde, dalak ILC3 alt popülasyonlarının sayısı kontrol gruplarından farklı olmasa da sitokin profilleri değişmiştir (Şekil 3). Dalaktaki ILC3'lerde IL-22 ve IL-17 üretimi arttı, bu da DC aşılamasının ILC3'ler üzerinde sistemik bir etkiye sahip olduğunu gösterdi. Özet olarak DC aşılaması, dalak ILC3'lerin miktarını etkilemedi ancak işlevselliklerini etkiledi.

Her ne kadar tümörsüz farelerin dalaklarında DC bağışıklamasından yedi gün sonra ILC3-türevli sitokin üretimi üzerinde sürekli bir etki olmasına rağmen, dalaktaki ILC3'ler üzerindeki bu etki B16F10 melanom hücreleriyle intravenöz yüklemeden üç gün sonra tespit edilememişti ( Şekil 5). DC aşısının, tümör tehdidi üzerine baskılanan tümörsüz modelde ILC3 popülasyonlarını prime ettiği görüldü. ILC'ler çevrelerinden büyük ölçüde etkilendiklerinden bu, aşıdaki DC'ler ile ILC3'ler arasındaki iletişimin tümörsüz modelle sınırlı olduğunu düşündürebilir. Tersine, bu aynı zamanda prime edilmiş ILC3'lerin, B16F10'ların toplanmış olabileceği ve lökosit toplanmasını indükleyen bir mikro ortam oluşturmuş olabileceği vücuttaki diğer yerlere mobilizasyonundan da kaynaklanabilir.

Yalnızca B16F10 hücrelerinin uygulandığı DC aşılanmamış kontrol farelerine kıyasla, DC aşılamasından on gün sonra ve B16F10 hücre tehdidinden üç gün sonra akciğerlerde ILC3 alt popülasyonlarında gözlemlenen bir değişiklik vardı. Özellikle akciğerlerdeki NCR+ ILC3'lerin sayısında artış ve NCR− ILC3'lerin sayısında azalma vardı (Şekil 6). T-bet, Th1 yanıtlarıyla ilişkili bir transkripsiyon faktörüdür [31]. Bu nedenle, T-bet'i eksprese eden NCR+ ILC3'lerdeki artış, tip 1 bağışıklığın potansiyel bir teşvikine işaret etti. Bu, tip 1 bağışıklık tepkilerinin genellikle arzu edildiği kanser bağlamında faydalı bir ILC3 tepkisi olabilir.

erkekler için cistanche faydaları-bağışıklık sistemini güçlendirir

NCR+ ILC3'lerin, NCR− ILC3'lerin bir alt kümesinden türetilebileceği gösterilmiştir [16]. Bu nedenle, NCR+ ILC3'lerdeki artış ve NCR− ILC3'lerdeki azalma, NCR− ILC3'lerde NCR+ ILC3'lere dönüşen bir değişikliği indükleyen bir uyarıma bağlanabilir. ILC3'ler NCR−'den NCR+'ya fenotip değişimi geçiriyorsa, geçiş sırasında veya geçişten kısa bir süre sonra ve çevreye ve yeni fenotiplerine uyum sağlarken sitokinler üretemeyebilirler. Bu nedenle, fenotip değişimi meydana gelirken sitokin üretimi durmuş veya gecikmiş olabilir; bu da ILC3-aracılı IL-17 ve/veya IL-22 üretiminde neden herhangi bir değişiklik olmadığını açıklayabilir. akciğerler (Şekil 7). Ancak DC aşılamasının bu zaman noktasında akciğerlerde ILC3'ler tarafından sitokin üretimini etkilememiş olması da mümkündür.

4. Malzemeler ve Yöntemler

Etik Onayı

Fare araştırmalarının tümü, Guelph Üniversitesi'ndeki hayvan bakım personelinin gözetiminde hayvan kullanım protokolü #3807'ye uygun olarak gerçekleştirildi.

Fareler

Dişi C57BL6 fareleri, Charles River Laboratuvarlarından beş ila sekiz haftalık yaşta alındı. Fareler, Guelph Üniversitesi'nin hayvan izolasyon ünitesinde kontrollü bir ortamda barındırıldı ve deneylerin başlamasından önce alışmaları için bir hafta süre verildi. Fareler beslendi ve istenildiği kadar su verildi.

Dendritik Hücre Kültürleri

Dişi C57BL6 farelerinin femurları ve kaval kemikleri toplandı ve kemiklerin uçları kesildi. Bir şırınga kullanılarak kaval kemiği ve uyluk kemiğinin kemik iliği PBS ile bir Petri kabına akıtıldı. Kemik iliği, tek hücreli bir süspansiyon halinde yeniden süspanse edildi ve bir hemasitometre kullanılarak sayıldı. Hücreler daha sonra ortamda (RPMI [HyClone Cat# SH30027.01], 2-merkaptoetanol [Gibco Ref# 21985-023], %1 penisilin/streptomisin [HyClone Cat# SV30010] ve %10) içinde yeniden süspanse edildi. fetal sığır serumu [VWR Cat#97068-085]) mL başına 1,25 x 106 hücre konsantrasyonuna kadar, 20 ng/mL granülosit-makrofaj koloni uyarıcı faktör (GM-CSF) (Biolegend Cat#576308) ile desteklenmiş ve 25 cm2'lik kültür şişelerine, şişe başına 5 mL olacak şekilde bölüntülendi. Kültürler 37 ◦C'de %5 CO2'li nemlendirilmiş inkübatörlere konuldu ve 7 gün boyunca üremeleri sağlandı. Kültürün ikinci gününde, 20 ng/mL GM-CSF içeren 5 mL taze ortam ilave edildi. Beşinci günde, her kültürden 5 mL santrifüj edildi ve süpernatan çıkarıldı. Hücreler, 20 ng/mL GM-CSF içeren 5 mL taze ortamda yeniden süspanse edildi ve kültür şişelerine yeniden eklendi. Kültürler 7. günde toplandı ve aşılama için hazırlandı.

Dendritik Hücre Aşılama Hazırlığı

Dendritik hücre (DC) kültürleri 50 mL'lik konik bir tüpe aktarıldı ve hemasitometre kullanılarak sayıldı. Hücreler, Escherichia coli O55:B5'ten (Sigma Cat#L2880) 100 ng/mL lipopolisakkarit (LPS) ve 1 µg/mL tavuk ovalbumin (OVA)257-264(SIIN) (PepScan Systems, Lelystad, Hollanda) ile uyarıldı. % 5 CO2 ile 37 ° C'de bir inkübatörde 1 saat boyunca. Hücreler daha sonra üç kez PBS ile yıkandı ve 30 uL başına 5 x 105 hücre konsantrasyonuna kadar yeniden süspanse edildi. Aşılar, 30 µL PBS başına 5 x 105 hücre dozunda uygulandı.

Doku İşleme

Lenf düğümleri ve dalaklar toplandı ve 2 mL Hanks tamponlu salin solüsyonu (HBSS) içeren Petri kaplarına yerleştirildi. Bunlar, 3 mL'lik bir şırınga tıpasının arkası kullanılarak tek hücreli süspansiyonlara bastırıldı. Tek hücreli süspansiyonlar, 70 µm gözenek boyutunda bir hücre süzgeci kullanılarak 50 mL'lik konik bir tüp içerisine süzüldü. Lenf düğümleri hemasitometre kullanılarak sayıldı. Dalaklar santrifüjlendi, süpernatan çıkarıldı ve hücreler, ACK lizis tamponunda (8,29 g NH4Cl [0,15 M], 1 g KHCO3 [10,0 mM], 37,2 mg Na2EDTA [0,1 mM]) içinde yeniden süspanse edildi. 1 mL Milli Q su) ve eritrositlerin parçalanması için beş dakika beklemeye bırakıldı. Hücreler, ortamda yeniden süspanse edilmeden önce iki kez HBSS ile yıkandı ve bir hemasitometre kullanılarak sayıldı.

Akciğerler toplandı ve HBSS içinde 1 mg/mL kolajenaz IV (Gibco Ref#17104-019) ve 5 ug/mL DNaz I (Roche Ref#11284932001) içeren nazik bir MACSTM tüpüne yerleştirilmeden önce tartıldı. GentleMACS™ ayrıştırıcı kullanılarak numuneler akciğer protokolü A'dan geçirildi ve daha sonra %5 CO2 ile 37 °C'de bir inkübatörde 20 dakika süreyle inkübe edildi. Numuneler daha sonra, GentleMACSTM ayırıcı üzerinde akciğer protokolü B'den geçirildi. Enzim reaksiyonunu nötralize etmek için numunelere numune hacminin iki katı HBSS eklendi. Numuneler, 70 µm gözenek boyutlu bir hücre süzgecinden geçirilerek 50 mL'lik konik bir tüpe süzüldü. Hücreler daha sonra iki kez HBSS ile yıkandı ve ACK lizis tamponunda yeniden süspanse edildi. ACK lizis tamponunda beş dakika bekletildikten sonra hücreler iki kez HBSS ile yıkandı ve ortamda yeniden süspanse edildi.

Sitokin Tepki Testi

Doku örneklerinden elde edilen tek hücreli süspansiyonlar, 96-kuyu plakalarına iki kopya halinde ekildi; burada bir kuyucuk, stimülasyonsuz kontrol olarak muamele edildi ve diğeri, iyi bir şekilde uyarıcı tedavisi aldı. Uyarılmamış kuyucuklara yalnızca ortam verildi ve uyarıcıyla tedavi edilen kuyucuklara ortamda 10 ng/mL forbol miristat asetat (PMA) ve 1.500 ng/mL iyonomisin verildi. Hücreler 37 ◦C'de %5 CO2'li inkübatörde 1 saat bekletildi. Daha sonra tüm numune kuyucuklarına Brefeldin A (GolgiPlug, Biolegend Cat#420601) (x100 seyreltme) ilave edildi ve plaka, dört saat daha inkübatöre geri yerleştirildi. Hücreler daha sonra iki kez PBS ile yıkandı ve akış sitometrisi ile analiz için boyandı.

B16F10 melanom hücreleri

B16F10 hücreleri sıvı nitrojenden çözüldü ve hemasitometre kullanılarak sayıldı. Hücreler daha sonra ortamda (Dulbecco'nun yüksek glikozla modifiye edilmiş Eagles ortamı [HyClone Cat#SH3002201], %1 penisilin/streptomisin [HyClone Cat# SV30010] ve %10 sığır buzağı serumu [VWR Cat#10158-358]) içinde yeniden süspanse edildi. mL başına 1 x 105 hücre konsantrasyonu. B16F10 hücreleri daha sonra kültür şişelerine bölünerek 37 ◦C'de %5 CO2'li inkübatöre yerleştirildi. B16F10 hücrelerini uygulamaya hazırlamak için hücreler kültür şişelerinden 50 mL'lik konik bir tüpe aktarıldı, PBS ile yıkandı ve ardından PBS içerisinde yeniden süspanse edildi. Hücreler bir hemasitometre kullanılarak sayıldı ve 200 uL başına 3 x 105 hücrelik dozlar verecek şekilde PBS içerisinde yeniden süspanse edildi.

Hücre İçi Sitokin Antikor Boyama

Hücreler {{0}}kuyucuklu plakalara ekildi ve Fc bloğunda (anti-CD16/CD32, BioLegend Cat#101320) yeniden süspanse edildi ve 15 dakika boyunca 4 °C'de inkübe edildi. Hücreler, %0,5 sığır serum albümini (FACS tamponu) içeren fosfat tamponlu salinle iki kez yıkandı, ardından hücre yüzeyi boyama antikorlarının (CD45, BioLegend Cat#103132; NKp46, BioLegend Cat#137617) ana karışımında yeniden süspanse edildi. DX5, BioLegend Cat#108919; CD127, BioLegend Cat#135007; Lineage Cocktail, BioLegend Cat#133311) ve 20 dakika boyunca 4 derecede inkübe edildi. Hücreler fosfat tamponlu salinle iki kez yıkandı ve Zombie Aqua Fixable canlılık boyası (FVD) (BioLegend Cat#423101) içerisinde yeniden süspanse edildi ve 4 °C'de 30 dakika boyunca inkübe edildi. Sabitleme tamponunda (BioLegend Cat#420801) yeniden süspansiyona alınmadan önce hücreleri iki kez yıkamak için fosfat tamponlu salin kullanıldı. Hücreler 4 ◦C'de 20 dakika inkübe edildi. Sabitlemenin ardından hücreler, geçirgenleştirme tamponu (BioLegend Cat#421002) ile iki kez yıkandı. Hücreler, hücre içi boyama antikorlarının (IL-22, BioLegend Cat#516404; IL-17A, eBioscience Cat# 17-7177-81) ana karışımı içinde yeniden süspanse edildi ve 4 °C'de inkübe edildi. 20 Dakika. Hücreler iki kez geçirgenleştirme tamponu ile yıkandı, ardından FAC tamponunda yeniden süspanse edildi ve ardından bir BD FACSCantoTM II akış sitometresi ile işlendi ve BD FACSDivaTM yazılımı kullanılarak analiz edildi.

erkekler için cistanche faydaları-bağışıklık sistemini güçlendirir

Transkripsiyon Faktörü Antikor Boyama

Hücreler {{0}}kuyu plakalarına ekildi ve bir FC bloğunda (anti-CD16/CD32 BioLegend Kat# 101320) yeniden süspanse edildi ve 15 dakika boyunca 4 °C'de inkübe edildi. Hücreler iki kez FAC tamponuyla (PBS'de sığır serum albümini içinde %0,5 [HyClone Cat# SH30574.02]) yıkandı, ardından hücre yüzeyi boyama antikorlarının (CD45, BioLegend Cat#103132; NKp46) ana karışımı içinde yeniden süspanse edildi. , BioLegend Cat#137617; DX5, BioLegend Cat# 108919; CD127, BioLegend Cat#135007; Lineage Cocktail, BioLegend Cat#133311) ve 20 dakika boyunca 4 °C'de inkübe edildi. Hücreler daha sonra iki kez fosfat tamponlu salinle yıkandı, FVD (BioLegend Cat#423101) içerisinde yeniden süspanse edildi ve 20 dakika boyunca 4 °C'de inkübe edildi. Hücreler fosfat tamponlu salinle iki kez yıkandı ve fare FoxP3 sabitleme tamponunda (BD Pharmingen BD Sciences Cat#51-9006124) yeniden süspanse edildi ve 30 dakika boyunca 4 °C'de inkübe edildi. Sabitlemeden sonra hücreler, FoxP3 geçirgenleştirme tamponunda yeniden süspanse edilen fare FoxP3 geçirgenleştirme tamponu (BD Pharmingen BD Sciences Cat# 51-9006125) ile yıkandı ve 30 dakika boyunca 37 °C'de inkübe edildi. Hücreler, transkripsiyon faktörü antikorlarında (ROR gamma(t), eBioscience Cat#17-6988-82; T-bet, eBioscience Cat# 12-5825-82) yeniden süspanse edildi ve 20 dakika boyunca 4 °C'de inkübe edildi. Hücreler geçirgenleştirme tamponu ile iki kez yıkandı, ardından FAC tamponunda yeniden süspanse edildi ve bir BD FACSCantoTM II akış sitometresi ve BD FACSDivaTM yazılımı kullanılarak analiz edildi.

istatistiksel analiz

NCR+ ve NCR− ILC3'lerin dalak ve pulmoner popülasyonları, eşleştirilmemiş t-testleri kullanılarak analiz edildi. Kinetik deney popülasyon analizi, sıradan tek yönlü varyans analizi (ANOVA) ve Tukey çoklu karşılaştırma testi kullanılarak karşılaştırıldı. Dalak ve akciğerlerdeki sitokin analizi, iki yönlü ANOVA ve Šídák'ın çoklu karşılaştırma testi kullanılarak incelendi. Tedavi gruplarına yönelik ortalamalar, p değeri < 0,05 ile önemli ölçüde farklı olarak tanımlandı.

Yolluk stratejisi

İlk olarak ileri dağılım alanı (FSC-A) ve yan dağılım alanı (SSC-A) kullanılarak lenfositlere geçit verildi. Daha sonra çift hücreler, FSC-A ve FSC yüksekliği (FSC-H) kullanılarak hariç tutuldu. FVD açısından negatif olan hücreler alınarak canlı hücrelere geçit verildi. Daha sonra ILC'leri daraltmak için CD127+ ve soy kokteyli hücreleri alındı. Daha sonra CD45+ hücrelerine geçit açıldı. Tüm NK hücrelerinin dışlandığından emin olmak için DX5−'ye geçit açıldı. ILC3'lerin transkripsiyon faktörü tanımlaması için ROR t + hücrelerine daha sonra geçit uygulandı ve bu hücrelerden NCR+ ILC3'ler, T-bet+ ve NKp46+ ve NCR− ILC3'ler, T-bet− ve NKp46 idi. Sitokin tanımlaması için, lenfositler, tek hücreler, canlı hücreler ve CD127+ lineage−CD45+, IL-17 ve IL-22 üzerindeki geçitlemenin ardından şu şekilde geçitlendi: Bu son kapıda IL-22 ve IL-17 üretebilecek tek hücreler ILC3'ler olacağı için ILC3'ler tarafından üretiliyor.

erkekler için cistanche faydaları-bağışıklık sistemini güçlendirir

5. Sonuçlar

Tümörsüz modelde gözlemlenen dalakta artan ILC3-türetilmiş IL{-17 ve IL-22 üretimi tümör tehdidi modelinde kaybolmuş olsa da, NCR+'da ters bir değişim vardı ve Akciğerlerdeki NCR− ILC3 popülasyonları. Bu, DC aşılamasının, tümör tehdidi modelinde ve tümörsüz farelerde ILC3'leri etkilemiş olabileceğini düşündürmektedir. Ancak aşıdaki DC'ler ile ILC3'ler arasındaki bu ilişkinin anti-tümör yanıtları üzerindeki etkisi bilinmemektedir ve gelecekteki bir araştırma yönüdür. Dolayısıyla burada açıklanan çalışmalar, hem tümörsüz hem de tümör taşıyan farelerde DC bazlı aşılar ile ILC3 alt popülasyonları arasında meydana gelen iletişimlerin olduğunu göstermektedir. Bu iletişimler ve bunların bağışıklık tepkileri üzerindeki sonraki etkileri karmaşık görünmektedir. Bu gözlemler, gelişmiş DC aşılama stratejileri geliştirmek amacıyla DC aşıları ile ILC3'ler arasındaki ilişkiyi deşifre etmeye çalışan literatüre katkıda bulunmaktadır. Anti-tümör yanıtlarına yardımcı olmak ve tümör yanlısı yanıtların desteğini sınırlamak için ILC3 yanıtlarını optimize etmek amacıyla bu iletişimleri modüle edebilecek aşılama stratejileri tasarlama potansiyelini araştıran daha ileri çalışmalar öneriyoruz.

Referanslar

1. Crinier, A.; Vivier, E.; Bléry, M. Yardımcı benzeri doğuştan gelen lenfoid hücreler ve kanser immünoterapisi. Semin. İmmünol. 2019, 41, 101274. [CrossRef] [PubMed]

2. Salimi, M.; Wang, R.; Yao, X.; Li, X.; Wang, X.; Hu, Y.; Chang, X.; Fan, P.; Dong, T.; Ogg, G. Aktive edilmiş doğuştan lenfoid hücre popülasyonları insan tümör dokularında birikir. BMC Kanser 2018, 18, 341. [CrossRef] [PubMed]

3. Spits, H.; Bernink, JH; Lanier, L. NK hücreleri ve tip 1 doğuştan gelen lenfoid hücreler: Konak savunmasında ortaklar. Nat. İmmünol. 2016, 17, 758–764. [CrossRef] [PubMed]

4. Bruchard, M.; Ghiringhelli, F. Doğuştan Lenfoid Hücrelerin Kanserdeki Rollerinin Deşifre Edilmesi. Ön. İmmünol. 2019, 10, 656. [CrossRef]

5.Mazzurana, L.; Rao, A.; Van Acker, A.; Mjösberg, J. Doğuştan gelen lenfoid hücrelerin insan bağışıklık sistemindeki rolleri. Semin. İmmünopatol. 2018, 40, 407–419. [ÇaprazRef]

6. Solano-Gálvez, SG; Tovar-Torres, SM; Tron-Gómez, MS; Weiser-Smeke, AE; Álvarez-Hernández, DA; Franyuti-Kelly, GA; Tapia-Moreno, M.; Ibarra, A.; Gutierrez-Kobeh, L.; Vázquez-López, R. İnsan Dendritik Hücreleri: Bireyoluş ve Sağlık ve Hastalıktaki Alt Kümeleri. Med. Bilim. 2018, 6, 88. [CrossRef]

7. Steinman, RM; Hemmi, H. Dendritik hücreler: Doğuştan edinilmiş bağışıklığa geçiş. Curr. Tepe. Mikrobiyol. İmmünol. 2006, 311, 17–58. [ÇaprazRef]

8. Fu, C.; Ma, T.; Zhou, L.; Mi, QS; Jiang, A. Kansere Karşı Dendritik Hücre Esaslı Aşılar: Zorluklar, Gelişmeler ve Gelecekteki Fırsatlar. İmmünol. Araştır. 2022, 51, 2133–2158. [ÇaprazRef]

9. Karimi, K.; Boudreau, JE; Fraser, K.; Liu, H.; Delanghe, J.; Gauldie, J.; Xing, Z.; Bramson, JL; Wan, Y. Dendritik Hücre Aşılarının Sağladığı Geliştirilmiş Antitümör Bağışıklığı, Hem CTL hem de IFN üreten NK Hücrelerini Etkileme Yeteneklerinin Bir Sonucudur. Mol. Orada. 2008, 16, 411–418. [ÇaprazRef]

10. Bouwer, AL; Saunderson, Güney Carolina; Caldwell, FJ; Damani, TT; Pelham, SJ; Dunn, AC; Jack, RW; Stoitzner, P.; McLellan, AD NK hücreleri, tümör tehdidi sırasında dendritik hücre bazlı immünoterapi için gereklidir. J. Immunol. 2014, 192, 2514–2521. [ÇaprazRef]

11.Pampena, MB; Levy, EM Dendritik hücre kanseri aşılarında yardımcı hücreler olarak doğal öldürücü hücreler. Ön. İmmünol. 2015, 6, 13. [CrossRef] [PubMed]

12. Gardner, A.; de Mingo Pulido, Á.; Ruffell, B. Dendritik Hücreler ve İmmünoterapideki Rolleri. Ön. İmmünol. 2020, 11, 924. [CrossRef] [PubMed]

13. Cortez, VS; Robinette, ML; Colonna, M. Doğuştan gelen lenfoid hücreler: İşlev ve gelişime yeni bakış açıları. Curr. Görüş. İmmünol. 2015, 32, 71–77. [CrossRef] [PubMed]

14. Montaldo, E.; Juelke, K.; Romagnani, C. Grup 3 doğuştan lenfoid hücreler (ILC3'ler): İnsanlarda ve farelerde köken, farklılaşma ve esneklik. Avro. J. Immunol. 2015, 45, 2171–2182. [ÇaprazRef]

15. Vacca, P.; Chiossone, L.; Mingari, MC; Moretta, L. İnsan ve Fare Desiduasında NK Hücreleri ve Diğer Doğuştan Lenfoid Hücrelerin Heterojenliği. Ön. İmmünol. 2019, 10, 170. [CrossRef] [PubMed]

16. Rankin, LC; Girard-Madoux, MJ; Seillet, C.; Mielke, Los Angeles; Kerdiles, Y.; Feniş, A.; Wieduwild, E.; Putoczki, T.; Mondot, S.; Lantz, O.; ve ark. IL-22-üreten doğuştan lenfoid hücrelerin tamamlayıcılığı ve fazlalığı. Nat. İmmünol. 2016, 17, 179–186. [CrossRef] [PubMed]

17. Hoorweg, K.; Peters, CP; Cornelissen, F.; Aparicio-Domingo, P.; Papazyan, N.; Kazemier, G.; Mjosberg, JM; Spits, H.; Cupedo, T. İnsan NKp44(-) ve NKp44(+) RORC(+) Doğuştan Lenfoid Hücreleri arasındaki Fonksiyonel Farklılıklar. Ön. İmmünol. 2012, 3, 72. [CrossRef]

18. Carrega, P.; Loiacono, F.; Di Carlo, E.; Scaramuccia, A.; Mora, M.; Conte, R.; Benelli, R.; Spaggiari, GM; Cantoni, C.; Campana, S.; ve ark. NCR(+)ILC3 insan akciğer kanserine odaklanır ve intratumoral lenfoid yapılarla ilişkilidir. Nat. İletişim 2015, 6, 8280. [CrossRef]

19. Spits, H.; Artis, D.; Colonna, M.; Diefenbach, A.; Di Santo, JP; Eberl, G.; Koyasu, S.; Locksley, RM; McKenzie, AN; Mebius, RE; ve ark. Doğuştan lenfoid hücreler – tek tip isimlendirme için bir öneri. Nat. Rev. Immunol. 2013, 13, 145–149. [ÇaprazRef]

20. Fiancette, R.; Finlay, CM; Willis, C.; Bevington, SL; Soley, J.; Ng, STH; Fırıncı, SM; Andrews, S.; Hepworth, MR; Withers, DR Karşılıklı transkripsiyon faktörü ağları, dokuda yerleşik ILC3 alt kümesi fonksiyonunu ve kimliğini yönetir. Nat. İmmünol. 2021, 22, 1245–1255. [ÇaprazRef]

21. van Beek, JJP; Martens, AWJ; Bakdaş, G.; de Vries, Tümör Bağışıklığında IJM Doğuştan Lenfoid Hücreler. Biyotıplar 2016, 4, 7. [CrossRef] [PubMed]

22. Mattner, J.; Wirtz, S. Dost mu Düşman mı? Doğuştan Lenfoid Hücrelerin Kanser Gelişimindeki Belirsiz Rolü. Trendler İmmunol. 2017, 38, 29–38. [ÇaprazRef]

23. Kirchberger, S.; Royston, DJ; Boulard, O.; Thornton, E.; Franchini, F.; Szabady, RL; Harrison, O.; Powrie, F. Doğuştan gelen lenfoid hücreler, bir fare modelinde interlökin-22 üretimi yoluyla kolon kanserini sürdürüyor. J. Exp. Med. 2013, 210, 917–931. [CrossRef] [PubMed]

24. İrşad, S.; Flores-Borja, F.; Lawler, K.; Monypenny, J.; Evans, R.; Erkek, V.; Gordon, P.; Cheung, A.; Gazinska, P.; Nur, F.; ve ark. RORgammat(+) doğuştan gelen lenfoid hücreler, meme kanserlerinin lenf düğümü metastazını teşvik eder. Kanser Arş. 2017, 77, 1083–1096. [CrossRef] [PubMed]

25. Göç, J.; Lv, M.; Bessman, New Jersey; Flamar, AL; Sahota, S.; Suzuki, H.; Teng, F.; Putzel, GG; Eberl, G.; Withers, DR; ve ark. ILC3'lerin düzensizliği kolon kanserinde ilerlemeyi ve immünoterapi direncini ortaya çıkarır. Hücre 2021, 184, 5015–5030.e16. [ÇaprazRef]

26. Liu, Y.; Şarkı, Y.; Lin, D.; Lei, L.; Mei, Y.; Jin, Z.; Gong, H.; Zhu, Y.; Hu, B.; Zhang, Y.; ve ark. NCR(-) Grup 3 Doğuştan Lenfoid Hücreler, Hepatoselüler Karsinom Gelişimini Desteklemek için IL-23/IL{-17 Eksenini Düzenler. EBioMedicine 2019, 41, 333–344. [CrossRef] [PubMed]

27. Bruchard, M.; Geindreau, M.; Perrichet, A.; Truntzer, C.; Oy pusulası, E.; Boidot, R.; Racoeur, C.; Barsac, E.; Chalmin, F.; Hibos, C.; ve ark. Tip 3 doğuştan gelen lenfoid hücrelerin toplanması ve aktivasyonu, antitümör immün tepkilerini teşvik eder. Nat. İmmünol. 2022, 23, 262–274. [ÇaprazRef]

28. Rethacker, L.; Oğlan, M.; Bisio, V.; Roussin, F.; Denizeau, J.; Vincent-Salomon, A.; Borcoman, E.; Sedlik, C.; Piaggio, E.; Toubert, A.; ve ark. Doğuştan lenfoid hücreler: NK ve sitotoksik ILC3 alt grupları metastatik meme kanseri lenf düğümlerine sızar. Onkoimmünoloji 2022, 11, 2057396. [CrossRef]

29. Cesta, MF Dalağın normal yapısı, fonksiyonu ve histolojisi. Toksikol. Pathol. 2006, 34, 455–465. [ÇaprazRef]

30. Ishiguro, T.; Nakajima, M.; Naito, M.; Muto, T.; Tsuruo, T. Farklı metastatik potansiyellere sahip B16 murin melanom alt hatlarında farklı şekilde eksprese edilen genlerin tanımlanması. Kanser Arş. 1996, 56, 875–879.

31. Szabo, SJ; Kim, ST; Costa, GL; Zhang, X.; Fathman, CG; Glimcher, LH Yeni bir transkripsiyon faktörü olan T-bet, Th1 soyuna bağlılığı yönlendirir. Hücre 2000, 100, 655–669. [CrossRef] [PubMed]